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LBDV Projects

2019 | Évolution et Développement des types cellulaires musculaires

ANR
Des systèmes neuromusculaires complexes sont retrouvés chez presque tous les animaux, aussi bien chez les bilatériens (incluant les animaux de laboratoire classiques, tels drosophile, poisson zèbre et souris) que chez les cnidaires (coraux, méduses et anémones de mer). Ces systèmes permettent une grande diversité de mouvements et comportements, et sont des constituants essentiels des organes respiratoires, digestifs et reproducteurs. Une des grandes questions non élucidées de l’évolution animale est de savoir si ces différents systèmes neuromusculaires sont hérités d’un ancêtre commun ou s’ils sont apparus plusieurs fois indépendamment par convergence. Si l’origine du système nerveux attire actuellement une attention considérable, l’évolution des muscles est relativement peu explorée. Ceci est notamment dû au faible nombre de modèles génétiques permettant d’étudier le développement des différents types de muscles chez les cnidaires. L’objectif de ce projet est de caractériser les muscles chez deux espèces de méduses stratégiquement choisies, afin de reconstruire l’évolution précoce des gènes et types cellulaires musculaires. Les deux espèces de cnidaire, Clytia hemisphaerica et Pelagia noctiluca, produisent des méduses possédant des muscles striés aux contractions rapides permettant la nage, en plus d’autres types musculaires épithéliaux. Clytia et Pelagia font partie respectivement des hydrozoaires et des scyphozoaires, aux caractéristiques anatomiques et développementales distinctes. Clytia est une espèce de laboratoire bien établie sur laquelle une gamme d’outils moléculaires et de techniques d’analyse de gènes ont été mis au point. La méduse méditerranéenne Pelagia est un modèle de laboratoire prometteur, fournissant un exemple rare de méduse se développant directement à partir d’une larve et non à partir d’un polype, facilitant l’étude de son développement. Ce projet est structuré en 4 tâches complémentaires: (i) développer le scyphozoaire Pelagia noctiluca comme modèle d’étude fonctionnel en générant des lignées de méduse maintenues au laboratoire, des données transcriptomiques et en mettant au point des méthodes efficaces d’analyse de fonction de gènes, (ii) caractériser les types musculaires chez Clytia et Pelagia via des analyses transcriptomiques de cellules uniques, des hybridations in situ, des analyses cytologiques et ultrastructurelles ainsi que des analyses de contractilité, (iii) caractériser la fonction d’une sélection de gènes codants pour des protéines musculaires structurelles et de facteurs de transcription impliqués dans la myogenèse chez Clytia et Pelagia, et enfin (iv) effectuer des analyses comparatives afin de reconstruire l’évolution des types cellulaires musculaires. Ce projet posera les bases d’études futures sur le développement, la biologie et l’écologie des méduses par l’utilisation d’une nouvelle espèce à fort potentiel, Pelagia noctiluca. Les muscles fournissent un paradigme fascinant pour l’évolution des types cellulaires. La compréhension de ses origines aura de larges répercussions pour notre compréhension de l’évolution des animaux.

2017 | Impact de la reparation d’ADN par la voie Microhomology Mediated End-Joining in vivo

ANR
DNA is continuously exposed to damage in cells. Among the varieties of DNA damage, double strand breaks (DSBs) are one of the most severe threats to genome integrity. Eukaryotes have multiple evolutionary conserved pathways to repair DSBs, namely homologous recombination (HR), non-homologous end-joining (NHEJ) and the lesser-known microhomology mediated end-joining (MMEJ) pathways. HR is a highly precise DSB repair mechanism by copying sequences from the homologous repair template i.e. sister chromatid. NHEJ is an end-tethering repair mechanism and can generate mutations; thus it is often qualified as “error-prone”. MMEJ has long been considered as a backup pathway for NHEJ and has been characterized by the implication, during DSB repair, of short homologous sequences called microhomologies (MH). In the last decade MMEJ has started to be recognized as an independent pathway, particularly after identification of proteins involved such as DNA polymerase?, but the mechanisms of MMEJ remain largely unclear. Importantly in cultured cells, MH-containing deletions often represent the majority of mutations generated during repair of a targeted DSB, supporting the importance of MMEJ in DSB repair. The different DSB repair pathways are mutually exclusive. How and in which conditions cells select one pathway, is still under investigation. In cultured cells, HR is favoured in S/G2 phases of the cell cycle, when a repair template is available; while NHEJ is active along the cell cycle and very little is known for MMEJ. In parallel, it is reasonable to speculate that another level of DSB repair regulation, depending on the stage of embryonic development and on cell type, is taking place in living animals, which consist of many differentiated or undifferentiated cells, dynamically changing and interacting. Recent observations suggested that MMEJ is critical for animal embryos. In zebrafish embryos, pol?-mutant is highly sensitive to DSB. In C. elegans, pol?-mediated MMEJ is dominant in germline stem cells. In mouse embryos, high frequency of deletions between MH, characteristic of MMEJ, has been observed following TALEN or CRISPR/Cas9-mediated knockout. Moreover, our recent work has shown that MMEJ is acting almost exclusively in early embryos of a jellyfish, Clytia hemisphaerica. In this project, we aim to address questions about roles and mechanisms of MMEJ. One key feature of our project is to address these questions in developing animals, using zebrafish and Clytia. Therefore, our project includes three axes: – Characterization of the role of MMEJ in living animals through (i) Profiling and dynamics of DSB repair genes expression (ii) Impact of loss-of-function mutations in DSB repair genes on embryonic development -Determination of cellular, developmental and physiological contexts that favour/disfavour MMEJ over other DSB repair pathways by (i) Visualization at cellular resolution of DSB repair pathways using fluorescent reporters (ii) Characterization of repair products including frequency of MMEJ-induced deletions -Identification of novel genes involved in MMEJ and the balance with other DSB repair pathways, using (i) A CRISPR-based screen in cultured cells by developing appropriate reporters for the DSB repair pathways (i) Validation of candidate genes in cultured cells and in the two animal models Our project combines the expertise of the three partners in developmental biology and genetics of animal models as well as in genome editing and DSB repair. Our project will achieve a to better understanding of how cells within whole animals deal with DSB, how different pathways are switched on depending on the cellular context and finally to better characterize the MMEJ pathway. In addition, we will exploit our data to improve precise genome modification in genome editing approaches.

2017 | Intéraction entre polarité, forme et mécanique cellulaire contrôlant les patrons de clivage embryonnaire

ANR
Après la fécondation, le clivage des embryons suit un patron de divisions précoces prévisible dans certaines espèces (Wilson, 1900). Une question centrale non résolue dans ce domaine est de savoir quelles règles génériques régissent le patron des divisions cellulaires de clivage jusqu’au stade blastula. Des modèles théoriques fournissent quelques indices quant à la nature de ces règles dans l’embryon, mais l’élaboration de modèles mécanistiques performants est encore limitée par le manque de données expérimentales. L’approche réductionniste de « un gène-une fonction » a apporté des progrès importants dans l’identification des mécanismes de spécification des tissus dans l’embryon mais cette approche n’a pas apporté d’avancées majeures dans la compréhension de mécanismes responsables des patrons de clivages des embryons précoces. En effet les processus mécaniques qui génèrent ces patrons de clivage fonctionnent à plusieurs échelles: au niveau micro des protéines et des complexes protéiques, au niveau du cortex cellulaire ou des organites intracellulaires (ex : le centrosome et le fuseau mitotique) et au niveau cellulaire via l’adhésion et la tension corticale qui déterminent la forme de la cellule. Le développement de techniques permettant de mesurer et manipuler précisément les forces au sein de l’embryon en développement est essentiel pour analyser et modéliser ces processus. Un des thèmes émergents est que l’établissement de la polarité apicobasale est couplé à la division cellulaire orientée pour ségréger la masse cellulaire interne du trophectoderme chez les embryons de souris (Korotkevich et al., 2017, Maître et al., 2016) mais aussi pour implémenter le patron de divisions cellulaires invariant des embryons d’ascidies (Dumollard et al., 2017b). La prochaine étape de notre compréhension viendra de la mesure des propriétés mécaniques des cellules lors de l’émergence de la polarité apicobasale afin de déterminer les relations causales entre la tension corticale, la forme cellulaire et la ségrégation de complexes protéiques le long de l’axe apicobasal pour spécifier l’orientation des centrosomes et des fuseaux mitotiques. Afin d’élucider ces relations, nous exploitons le modèle d’embryon d’ascidie car il possède un nombre restreint de cellules et montre un patron de clivage invariant et hautement conservé. Ce patron de clivage est si conservé que le système de nomenclature conçu par Conklin en 1905 pour une ascidie stolidobranche (Styela partita) est utilisé aujourd’hui pour tous les embryons d’ascidies, y compris les espèces qui ont évolué séparément depuis plus de 500 millions d’années. Comment les mécanismes de développement et les contraintes physiques appliquées aux cellules s’intègrent pour générer ce modèle de clivage invariant ? Nous avons récemment fourni un modèle de calcul prédictif que nous appelons ici « le modèle de la forme apicale ». Ce modèle est basé sur des divisions cellulaires perpendiculaires à l’axe long de la surface apicale de chaque cellule que nous avons testé expérimentalement (Dumollard et al., 2017). En particulier, nous avons démontré que la forme apicale de toutes les cellules jusqu’au stade blastula était fonction : 1) de la division inégale des cellules dans deux blastomères postérieurs végétaux (Prodon et al., 2010) ; 2) de l’asynchronie du cycle cellulaire (Dumollard et al., 2013) et 3) de la polarité apicobasale (Dumollard et al., 2017). Bien que ce modèle de la « forme apicale » soit puissant, il manque de paramètres clés tels que les relations entre la rigidité corticale et de la dynamique des microtubules à différents sites corticaux. Nous proposons ici d’étendre ce modèle de « Forme Apicale » en introduisant dans le modèle des mesures de la rigidité corticale et de la dynamique des microtubules (MT) à différents sites corticaux (cortex apical / basolatéral ou cortex CAB) pour déterminer comment ils contribuent à la forme apicale et donc au patron de clivage embryonnaire

2017 | Animal evolution from a cell type perspective: multidisciplinary training in single-cell genomics, evo-devo and in science outreach

H2020
One of the first events in the evolution of multicellular animals was the differentiation of cells into distinct types with different roles. Starting from their most simple multicellular ancestors, the cells that compose animal bodies have become increasingly diverse; each cell type distinguished by the unique set of genes it expresses. This increase in diversity of cell types over evolutionary time is recapitulated in the process of development during which a single undifferentiated cell – the fertilised egg – divides and its progeny differentiate into the countless cell types of the adult body. Currently we do not even know how many distinct cell types animals posses, how new cell types arise in evolution, how many are in common between different animal groups and how many unique cell types have evolved in different lineages. Our aim in EvoCELL is to lay the foundation for a new branch of evo-devo focussing on cell types. We will study these fundamental questions in animal evolution and development using a new technology – single cell sequencing – which we will for the first time employ outside of lab models to sample the great diversity of animal phyla. Europe is home to world-leading expertise in evo-devo and single-cell genomics, but research and training efforts are as yet uncoordinated and their potential for synergy underexplored. EvoCELL will harness and expand this European excellence by training a new generation of multidisciplinary scientists skilled in exploring the vast breadth of animal differentiation. We will jointly sample data from all major animal lineages, richly represented in the biodiversity of European waters, and develop new tools for comparative analyses, through which we will together pioneer three branches of cell evo-devo: evolution of stem cells; emergence of animal life cycles, and the stunning diversity of neural cell types.

2017 | Etude quantitative d’une réponse binaire de la voie de signalisation ERK

ANR
Une question fondamentale qui préoccupe depuis longtemps les biologistes dans les domaines de la signalisation cellulaire et de la biologie du développement, est comment une cellule interprète un signal gradué ou variable puis génère une réponse sigmoïde (=switch-like). La voie de signalisation ERK (extracellular-signal-regulated kinase), très conservée au cours de l’évolution, est capable de générer une telle réponse. Elle inclue Ras, Raf et MEK et culmine par la phosphorylation et l’activation de ERK. Celle-ci phosphoryle à son tour un grand nombre de protéines cibles dont des facteurs de transcription pour contrôler leur activité. Cette voie de signalisation joue un rôle important dans la spécification, la différenciation et la prolifération cellulaire durant l’embryogenèse chez les métazoaires, ainsi que dans l’homéostasie des cellules chez les adultes. L’activation excessive de la voie ERK est associée chez l’homme à des cancers, ainsi qu’à des syndromes développementaux appelés RASopathies. Une régulation précise de cette voie est donc critique. Pour autant, les études quantitatives dans des contextes multicellulaires sont rares et aucune n’a étudié la réponse sigmoïde. Ainsi dans ce projet, un effort conjoint entre des biologistes expérimentaux et des chimistes computationnels permettra d’étudier comment la voie de signalisation ERK présente une activation sigmoïde en réponse à un signal gradué dans un contexte embryonnaire. Nous y déploierons une approche interdisciplinaire intégrant notamment : imagerie quantitative, chimie analytique, embryologie et modélisation mathématique. Pour aborder notre question, nous exploiterons le modèle ascidie. Les ascidies sont positionnées phylogénétiquement comme un groupe sœur des vertébrés. Leur mode de développement invariant implique que les configurations cellulaires telles que les surfaces de contact entre cellules voisines sont quasi-invariantes pour un même stade de développement. Nous étudierons l’état d’activation de la voie ERK en réponse à un signal variable de FGF (fibroblast growth factor) lors de l’induction neurale qui se déroule au cours du stade 32-cellule. Dans ce processus, 4 cellules précisément parmi les 16 ectodermiques présentent une activation de ERK et adoptent le destin neural alors qu’elles reçoivent toutes plus ou moins le signal inducteur FGF et sont compétentes à devenir des précurseurs neuraux. Nos résultats non-publiés soutiennent déjà l’hypothèse du projet : une régulation antagoniste de Ras par les voies de signalisation FGF et ephrin/Eph est indispensable pour contrôler l’état d’activation de ERK. Dans ce projet, afin d’évaluer l’état d’activation de la voie Ras>Raf>MEK>ERK, nous décrirons quantitativement les cinétiques de phosphorylation de ERK dans des embryons témoins et manipulés expérimentalement. Les paramètres quantitatifs obtenus serviront la modélisation mathématique du processus de l’induction neurale. Puis, les prédictions issues des modèles seront testées expérimentalement afin de les affiner. Notre approche nous permettra de décrire précisément le mécanisme biochimique qui génère la réponse sigmoïde de l’activation de la voie ERK lors de l’induction neurale. De plus, nous aborderons deux questions qui sont aussi essentielles pour comprendre comment fonctionne cette réponse sigmoïde. Dans un premier temps, nous étudierons comment l’activation de ERK entraîne la transcription spécifique d’un gène cible grâce à une technique d’hybridation in situ quantitative. Puis, nous aborderons le rôle potentiel de l’endocytose dans la convergence intracellulaire des voies FGF et ephrin/Eph. En conclusion, notre projet constitue le premier exemple d’étude multidisciplinaire d’une réponse sigmoïde de l’activation de la voie ERK dans un système multicellulaire. Une exécution réussie du projet aura un grand impact à la fois dans les domaines de la signalisation cellulaire, de la biologie du cancer et de la biologie du développement.

2014 | Coordinated Research Infrastructures Building Enduring Life-science services

H2020
The social and economic challenges of ageing populations and chronic disease can only be met by translation of biomedical discoveries to new, innovative and cost effective treatments. The ESFRI Biological and Medical Research Infrastructures (BMS RI) underpin every step in this process; effectively joining scientific capabilities and shared services will transform the understanding of biological mechanisms and accelerate its translation into medical care. Biological and medical research that addresses the grand challenges of health and ageing span a broad range of scientific disciplines and user communities. The BMS RIs play a central, facilitating role in this groundbreaking research: inter-disciplinary biomedical and translational research requires resources from multiple research infrastructures such as biobank samples, and resources from multiple research infrastructures such as biobank samples, imaging facilities, molecular screening centres or animal models. Through a user-led approach CORBEL will develop the tools, services and data management required by cutting-edge European research projects: collectively the BMS RIs will establish a sustained foundation of collaborative scientific services for biomedical research in Europe and embed the combined infrastructure capabilities into the scientific workflow of advanced users. Furthermore CORBEL will enable the BMS RIs to support users throughout the execution of a scientific project: from planning and grant applications through to the long-term sustainable management and exploitation of research data. By harmonising user access, unifying data management, creating common ethical and legal services, and offering joint innovation support CORBEL will establish and support a new model for biological and medical research in Europe. The BMS RI joint platform will visibly reduce redundancy and simplify project management and transform the ability of users to deliver advanced, cross-disciplinary research.

2014 | Evolution des stratégies de développement qui génèrent la biodiversité dans les chordés marins

ANR
Le sous-phylum des Tuniciers (groupe frère des vertébrés) est un exemple unique de variété d’adaptations des traits d’histoire de vie et de caractères phénotypiques au sein de la biodiversité déjà considérable des écosystèmes marins. En particulier, les tuniciers benthiques de la classe des Ascidiacea, organismes sessiles, sont répandus dans toutes les mers du globe, dont les récifs coralliens, vivent sur des substrats mous ou rocheux, et occupent de nombreuses niches écologiques. Leur capacité à rapidement coloniser de nouveaux environnements les range parmi les espèces marines les plus invasives. Les tuniciers (notamment les ascidies), avec les cnidaires et les spongiaires, sont un remarquable exemple de l’apport de l’évolution de modes de reproduction alternatifs, i.e. sexués et asexués, à la diversité globale des adaptations aux écosystèmes marins. Les ascidies présentent un large répertoire de tailles, d’organisations et de structures coloniales. En plus des ascidies solitaires, chez qui la reproduction sexuée est l’unique moyen de propagation, des espèces coloniales ont développé diverses stratégies reproductives de façon indépendante : une reproduction asexuée via différents types de bourgeonnement, pouvant être classés par fonction : propagatif ,lors de la croissance de la colonie, ou régénératif ,assurant la survie de la colonie en cas de conditions environnementales adverses. En outre, le bourgeonnement peut être catégorisé par son origine développementale, i.e. selon les cellules ,potentiellement cellules souches, ou tissus épithéliaux dont il est issu. Pour ce projet, nous utiliserons plusieurs approches communément utilisées en biologie du développement et en biologie cellulaire, afin d’appréhender la plasticité du développement asexué et des mécanismes régénératifs chez les ascidies coloniales. Notre objectif global est de comprendre les mécanismes ayant permis l’évolution du bourgeonnement et de la colonialité chez ces chordés marins, et comment ces mêmes mécanismes ont rendu possible leur propagation dans les écosystèmes marins, naturels et artificiels. La réalisation de ce projet doit permettre aux deux équipes partenaires de consolider une collaboration afin de développer quatre axes majeurs, à composantes développementales, évolutives, écologiques et génomiques. Pour le premier axe, nous utiliserons des taxons supplémentaires et des approches nouvelles afin de démêler les relations phylogénétiques au sein des Styelidae et d’établir des états de transition intermédiaires au cours de l’évolution du bourgeonnement. Ces travaux devront nous informer sur la directionnalité des évolutions reproductives. Le deuxième axe sera une étude morphologique et écologique afin de décrire l’anatomie et le développement des processus de bourgeonnement propres à chaque espèce et de les corréler aux conditions environnementales. Le troisième axe sera dédié à la caractérisation cellulaire et moléculaire du bourgeonnement, incluant les épithéliums précurseurs et les populations de cellules progénitrices. Enfin, le quatrième axe adoptera une approche de génomique comparative pour une plus grande compréhension de l’évolution des transitions de traits d’histoire de vie, et plus spécifiquement de la transition d’un mode de propagation sexué à asexué. Cette étude comparative veut utiliser la biologie du développement pour relier les mécanismes moléculaires et cellulaires conservés de (ré-)génération d’un organisme et les évènements macroévolutifs qui ont généré la diversité des chordés marins et des adaptations reproductives. Nous espérons que son aboutissement améliorera la compréhension de la reproduction asexuée des tuniciers. Les connaissances qui en résulteront devront apporter de nouvelles cibles de recherche pour un contrôle efficace des espèces d’ascidies invasives, ainsi qu’un éclairage nouveau sur l’origine de la fonction des cellules souches et de la biologie régénérative au sein de notre propre phylum, les Chordés.

2014 | Embryons marins transgéniques comme sentinelles pour détecter la toxicité CMR de la mer.

ANR
La Méditerranée est un site idéal pour surveiller la pollution marine d’origine anthropogénique. Dans ce projet nous avons choisi l’ascidie comme modèle animal idéal pour surveiller la pollution marine. Parmi tous les invertébrés, l’ascidie est le plus proche de l’homme (pour optimiser le transfert des résultats aux humains). Chaque ascidie peut générer jusqu’à 1 million de larves nageantes 12 heures après la fécondation ce qui permet de réaliser des expériences de « screen » à grande échelle. Enfin, au cours des deux dernières décennies, nous avons développé des outils et des solutions génomiques/moléculaires et d’imagerie pour l’ascidie Phallusia mammillata, choisie parce que ses oeufs et embryons sont totalement transparents. Nous sommes maintenant en mesure d’exploiter pleinement le modèle Phallusia pour nous attaquer au problème de la pollution marine par les populations humaines. Ce projet associe des chercheurs et ingénieurs pour développer de nouveaux tests toxicologiques utilisant des techniques d’imagerie moléculaire de pointe. Lors de plusieurs cribles d’expression réalisés dans l’équipe coordinatrice ont été découverts de nouvelles protéines enrichies sur l’ADN ou dans les noyaux qui pourront servir de nouveaux indicateurs de plus grande sensibilité pour détecter des aberrations chromosomiques ou l’activité de gènes. Nous voulons mettre au point un test complètement nouveau capable de détecter en même temps la carcinogénicité et une activité de perturbateur endocrinien (PE). Le test de carcinogénicité et le test d’activité PE seront réalisés simultanément sur le même embryon. Des embryons transgéniques fluorescents seront imagés en « time lapse » 3D pendant les 10 heures de développement. La carcinogénicité sera établie en comptant les micronoyaux et les ponts d’ADN (comme dans le test OCDE n° 487). L’activité PE sera établie par imagerie de l’activation des récepteurs nucléaires répondants aux PEs (ERR, TR, AR, PXR) en utilisant des indicateurs moléculaires de l’activité des récepteurs nucléaires impliqués (basés sur des GFPs). L’acquisition d’images, la sauvegarde des données et l’analyse automatique seront optimisés afin d’atteindre 100 embryons filmés par jour par microscope à haute résolution et plus de 200 embryons par jour à basse résolution. L’équipe de Nadine Peyriéras (UPR 3294, team 3) développera les solutions logicielles pour l’analyse automatique des aberrations chromosomiques et des noyaux fluorescents. Les performances de notre test 2-en-1 carcinogène/activité PE seront évalués avec des produits chimiques de référence et lors d’une étude de cas réalisée en collaboration avec l’équipe de bio-géochimistes de Christophe Migon (UMR 7093, team 4). Après sélection du meilleur test et des indicateurs fluorescents les plus sensibles, nous produirons par transgénèse germinale des lignées de Phallusia mammillata en intégrant dans leur génome les indicateurs basés sur des GFPs. Le maintien des lignées transgéniques sera assuré par la plateforme EMBRC-France (www.embrc-france.fr/) comprenant toutes les infrastructures nécessaires à la culture d’organismes marins. Ces lignées transgéniques permettront d’appliquer nos tests toxicologiques moléculaires dans toutes les régions marines d’Europe où l’espèce Phallusia mammillata vit. Enfin, l’impact sur la santé humaine des PEs testés sera évalué en modifiant notre test mesurant l’activation des recepteurs nucléaires. Le teste révèlera que des récepteurs nucléaires humains sont activés lors de l’exposition de l’embryon d’ascidie transgénique aux PEs pour démontrer que ces PEs peuvent activer la réponse aux xénobiotiques et provoquer des pertubations endocriniennes chez l’Homme. Au delà des tests moléculaires décrits, les livrables de ce projet seront des dépôts de brevets par les équipes 1 et 3. Les publications scientifiques seront ensuite publiées par tous les partenaires du projet pour protéger les innovations accomplies durant les 48 mois de ce projet.

2013 | La régulation des divisions méiotiques de l’ovocyte : une approche in vivo du paradoxe des signalisations AMPc

ANR
Les cellules se reproduisent grâce au cycle cellulaire, un processus qui assure la croissance et le développement des êtres vivants. C’est l’activation du MPF (M-phase Promoting Factor, ou complexe Cdk1-cycline B) qui déclenche la division cellulaire. La connaissance des mécanismes de contrôle du cycle cellulaire est essentielle et a fasciné les biologistes depuis longtemps. Curieusement, malgré l’intérêt majeur suscité par ce processus, un manque criant de connaissances règne sur certaines étapes cruciales du cycle, en particulier le contrôle de la transition G2-M. Le projet OOCAMP a pour objectif d’améliorer nos connaissances de la transition G2-M par une approche physiologique basée sur l’utilisation des ovocytes d’un amphibien, le xénope, et d’un cnidaire, la méduse Clytia : deux modèles expérimentaux simples et puissants, caractérisés par des arrêts naturels dans le cycle cellulaire, débloqués par des stimuli externes définis capables d’induire la reprise du cycle cellulaire. Lors de l’ovogenèse, les ovocytes entament la méiose et s’arrêtent en prophase de 1ère division méiotique (équivalent à une phase G2). Des signaux extracellulaires provoquent la reprise de la méiose en lançant des voies de transduction qui convergent vers l’activation du MPF. L’AMPc est le 1er effecteur impliqué en amont de ces voies, mais de manière surprenante il agit de manière opposée selon les espèces. Chez les vertébrés, la concentration en AMPc, et donc l’activité de la kinase PKA, sont maintenus à de hauts niveaux dans l’ovocyte bloqué en prophase, et doivent chuter pour permettre la reprise de la division méiotique (une situation analogue à celle du contrôle exercé par l’AMPc sur la transition G2-M du cycle mitotique). Au contraire, chez de nombreux invertébrés, comme Clytia, une augmentation d’AMPc et de l’activité PKA est requise pour permettre la sortie de l’arrêt en prophase. Nous avons pour objectif de comprendre la régulation exercée par l’AMPc en comparant et en interchangeant les régulateurs et les effecteurs du système AMPc dans deux modèles expérimentaux, le xénope et Clytia, chez lesquels l’AMPc joue un rôle opposé. Nous répondrons spécifiquement à deux questions : la nature du système moléculaire recevant le signal externe en amont de l’AMPc, et l’identification des substrats de PKA qui provoquent l’activation du MPF en aval de l’AMPc. Notre approche repose sur des manipulations de biochimie et biologie moléculaire, couplées à des microinjections de protéines dans les ovocytes des deux espèces et au suivi des réponses physiologiques et moléculaires par microscopie et tests biochimiques. Nous nous focaliserons sur une protéine appelée ARPP19, dont nos données préliminaires chez le xénope indiquent qu’elle correspond au substrat critique de PKA responsable de l’arrêt en prophase des ovocytes de vertébrés. Une phosphorylation distincte d’ARPP19, catalysée par la kinase Greatwall (Gwl) transforme ARPP19 en un activateur du MPF, essentiel à l’entrée en division. Nous avons identifié l’homologue d’ARPP19 chez Clytia, qui possède les sites de phosphorylation par PKA et Gwl. Nous comparerons les fonctions des deux versions d’ARPP19. En parallèle, nous identifierons le récepteur du peptide qui est responsable de la reprise de la méiose chez Clytia par une nouvelle approche transcriptomique. Les deux partenaires du projet OOCAMP, experts dans l’étude de la maturation méiotique, présentent une excellente complémentarité, à la fois sur le plan de leurs modèles animaux, de leurs approches techniques et de leurs expertises, ce qui assure la faisabilité du projet. En conclusion, le projet OOCAMP vise à comprendre les systèmes biochimiques qui connectent les signaux extracellulaires de maturation méiotique et l’activation du MPF. L’étude de ce processus physiologique continuera à enrichir les connaissances de la régulation hormonale de la reproduction, du cycle cellulaire, des voies de signalisation et des mécanismes de l’oncogenèse.

2013 | Evolution des cycles de vie complexes chez les métazoaires, les leptoméduses comme nouveau modèle

ANR
De nombreux groupes de métazoaires marins ont un cycle de vie complexe, alternant entre des formes benthiques et pélagiques. De manière surprenante, les études phylogénétiques ont montré que, chez ces groupes, des portions du cycle de vie ont pu être perdues ou gagnées au cours de l’évolution, de nombreuses fois indépendamment. Malgré l’intérêt évident que ces phénomènes ont pour la compréhension de la régulation des génomes et de l’évolution des écosystèmes marins, les bases génétiques de l’évolution des cycles de vie chez les métazoaires marins sont pour le moment inconnues. Les médusozoaires (clade comprenant les méduses) sont un groupe très prometteur pour la compréhension des déterminants moléculaires de l’évolution des cycles de vie chez les métazoaires. Ils présentent une grande complexité et diversité de cycle de vie, avec alternance entre larve planula, polype benthique à reproduction asexuée, et méduse pélagique à reproduction sexuée. Les quelques études phylogénétiques disponibles ont montré que leur cycle de vie peut évoluer rapidement par perte complète de la phase méduse ou de la phase polype. En cas de perte de la méduse, la reproduction sexuée est transférée de la phase méduse à la phase polype, impliquant une grande plasticité développementale pour la formation de la gonade. Depuis peu, des progrès significatifs ont été faits pour l’étude moléculaire et génomique de ces organismes. L’objectif de ce projet est d’établir un modèle méduse pour l’étude des déterminants moléculaires de l’évolution des cycles de vie chez les métazoaires, en se focalisant sur le groupe des hydrozoaires leptoméduses. En effet, ce groupe contient la moitié des espèces de médusozoaires et il est extrêmement diversifié du point de vue des cycles de vie. De plus, une des espèces de ce groupe, Clytia hemisphaerica, est récemment devenue une espèce modèle pour des études de génomique fonctionnelle. Le projet MEDUSEVO a pour but de déterminer les bases génétiques, évolutives et développementales de l’évolution des cycles de vie chez les leptoméduses, suivant trois approches complémentaires : (1) déterminer la régulation moléculaire du développement de la méduse chez l’espèce modèle Clytia hemisphaerica en utilisant des techniques de transcriptomiques et de biologie du développement. Une attention spéciale sera portée à la formation de la gonade et des cellules germinales durant la formation et la régénération de la méduse. (2) Caractériser de manière détaillée les tendances évolutives du cycle de vie chez les leptoméduses en utilisant des outils phylogénétiques et phylogénomiques. (3) Etablir des protocoles de culture et d’analyse moléculaire pour deux espèces sœurs, proches de Clytia, ayant des cycles de vie différents, l’une alternant entre polype et méduse, l’autre ayant récemment perdu la méduse. Ceci permettra d’amorcer l’étude, à petite échelle évolutive, des mécanismes évolutifs et déterminants génétiques responsables de l’évolution des cycles de vie dans ce groupe. Ce projet sera basé à l’‘Observatoire Océanologique Villefranche-sur-Mer’, dans l’UMR7009, en association avec l’équipe ‘Cnidarian Developmental Mechanisms’, pionnière dans la mise en place du modèle Clytia. Il profitera grandement de deux collaborations internationales : Peter Schuchert du Museum d’Histoire Naturelle de Genève (Suisse), expert en taxonomie des hydroméduses, et Casey Dunn de l’université Brown (USA), spécialiste des analyses de transcriptome d’organismes non-modèles, travaillant aussi sur l’évolution et le développement des médusozoaires, en particulier sur les siphonophores. Ce projet est hautement original et innovant dans ses objectifs et questions posées, et devrait permettre de générer des publications de haut niveau. Il est conçu comme une base de travail pour un projet à long terme permettant d’intégrer les aspects développementaux, évolutifs, écologiques et génomiques dans la compréhension de l’évolution des cycles de vie chez les métazoaires.

2012 | La « Déprotection » de la Cohésine dans l’Ovocyte

ANR
Les gamètes haploïdes (ovocytes et spermatozoïdes) sont formés à partir de cellules précurseurs diploïdes qui vont subir deux divisions cellulaires successives sans phase-S intermédiaire. Au cours de la première division, appelée méiose I, les paires de chromosomes se séparent et sont distribuées au sein de deux cellules filles ; contrairement à la méiose II et à la mitose où ce sont les chromatides sœurs qui sont séparées. La mauvaise ségrégation du matériel génétique en méiose a de sévères conséquences car elle conduit à la formation de gamètes aneuploïdes (possédant un nombre erroné de chromosomes). Chez la femme, les mauvaises ségrégations de chromosomes en méiose sont très courantes ; en effet, il est estimé que 20% des ovocytes fécondables sont aneuploïdes. Les trisomies, comme la trisomie 21, sont dues à une mauvaise ségrégation des chromosomes en méiose. De plus, chez les femmes proches de la ménopause, une augmentation exponentielle du nombre d’ovocyte possédant des défauts de ségrégation chromosomique est constatée. Afin de clarifier les causes entraînant des problèmes de ségrégation des chromosomes lors de la méiose femelle, nous utilisons les modèles ascidiens et murins dans le but d’élucider les mécanismes de ségrégation des chromosomes dans l’ovocyte. Nous étudions comment les chromosomes sont maintenus ensemble par un complexe protéique appelé Cohésine, qui est enlevé par un procédé en deux temps lors des deux divisions méiotiques. Un groupe de Cohésines ne peut être enlevé qu’en méiose II car il est protégé en méiose I. Les mécanismes de protection des Cohésines sont de mieux en mieux décrits; en revanche, les mécanismes de « déprotection » en méiose II sont peu connus. Nous proposons ainsi de déterminer comment se déroule la « déprotection » en méiose II.

2011 | RAvolution : l’histoire (r)évolutionnaire d’une voie de signalisation morphogène-dépendante

ANR
Un siècle de recherche en biologie a permis la mise en évidence de rôles cruciaux des rétinoïdes, un groupe de molécules lipophiles apparentées au rétinol (vitamine A), dans le contrôle de nombreux processus biologiques, comme le développement embryonnaire précoce, l’organogenèse, l’homéostasie des tissus, la prolifération, la différentiation, et la mort cellulaire programmée. Chez les Vertébrés, la plupart des fonctions des rétinoïdes est associée à l’activation d’hétérodimères de deux récepteurs nucléaires : RAR et RXR. En outre, des études menées chez des Chordés invertébrés ont révélé la conservation des fonctions biologiques des rétinoïdes avec les Vertébrés. En dehors des Chordés, la conservation de ces fonctions reste incertaine, bien que de récents travaux aient suggéré l’implication des rétinoïdes dans l’embryogenèse de l’oursin et de certains Mollusques, la régénération chez les Insectes et les Crustacés ou la prolifération et la différentiation cellulaire chez les Cnidaires. Les génomes des Insectes, Crustacés et Cnidaires ne possédant pas de gène RAR, ces résultats indiquent que l’activité de morphogène des rétinoïdes a précédé l’apparition d’un RAR/RXR fonctionnel dans l’évolution. De plus, étant donné le rôle crucial de RAR/RXR dans la signalisation rétinoïde chez les Chordés, ces données issues d’organismes non-Chordés questionnent l’origine évolutive de la fixation d’un ligand par RAR et RXR. Notre projet propose d’aborder ces questions en étudiant la signalisation rétinoïde dans cinq taxons d’invertébrés. Les expériences proposées visent à caractériser indépendamment l’activité des rétinoïdes et celle de RAR et RXR, ce qui autorisera une évaluation précise des fonctions respectives de ces acteurs. Ces travaux permettront de mieux comprendre la diversification de la voie de signalisation des rétinoïdes au cours de l’évolution, participant ainsi à élucider la complexité du système rétinoïde chez les Vertébrés, et en particulier chez l’Homme.

2006 | Rôle du nouveau second messager intracellulaire NAADP dans la régulation des pacemakers calciques de fécondation.

Partenariat Hubert Curien

Personnels Enseignants

Photo annuaire
Carine Barreau
Chercheur | SORBONNE UNIVERSITE
carine.barreau[at]imev-mer.fr
+33 (0) 4 93 76 39 73
Bâtiment Jean-Maetz

Master Biologie Moléculaire et Cellulaire

Parcours Biologie Cellulaire et du Développement & Cellules Souches

DEVELOPPEMENT DES ORGANISMES MARINS (DOMO)

Cette UE se déroule sur 2 semaines et a lieu au laboratoire de Biologie du Développement de Villefranche -sur-Mer (LBDV). Elle inclut l’examen de l’UE d’analyse scientifique (5V089) suivie par les étudiants de la spécialité de Biologie du Développement.

Durant la 1ère semaine, les étudiants participent à des ateliers et des rencontres avec les chercheurs du laboratoire.

Durant la 2ème semaine, les étudiants sont répartis dans les équipes pour y réaliser un mini projet qu’ils présentent le dernier jour du cours. Le cours est donné en anglais pour tout ou partie.

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Modalités  d’évaluation

Présentation orale du mini-projet (binôme, 100 %)  

UE en anglais (partiellement ou totalement)

Master BMC, S3, 6 ECTS

Code UE: 5V200

Responsable de l’UE: Carine BARREAU (MCU): carine.barreau [at] obs-vlfr.fr

Master Biologie Intégrative & Physiologie

Parcours Biologie et Bioressources Marines (BBMA)

ORGANISMES MARINS & MODELES BIOLOGIQUES

Cette UE permet aux étudiants de 1ère année de Master de passer 2 semaines à l’Observatoire Océanologique de Villefranche-sur-Mer. Le cours est obligatoire pour les étudiants du Master Biologie Intégrative, parcours Biologie et Bioressources Marines (BBMA) tandis qu’il peut être choisi en option par les étudiants du Master Biologie Moléculaire et Cellulaire (BMC). Les étudiants participent à des ateliers de présentation des organismes marins utilisés par les équipes de recherche du laboratoire (LBDV) et apprennent à les manipuler au cours de travaux pratiques dont les thématiques vont de la Biologie du Développement fondamentale à la toxicologie appliquée.

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Modalités  d’évaluation

Analyse d’article et présentation orale (50%)

Compte-rendu écrit de TP (50%)  

UE partiellement en anglais

Master BIP, S2, 6 ECTS

Code UE: 4B022 (ouverte au Master BMC)

Responsable de l’UE: Carine BARREAU (MCU): carine.barreau [at] obs-vlfr.fr

Licence de Sciences de la Vie

Parcours Biologie et Bioressources marines

Biologie Des Organismes Marins Et Diversité Des Recherches

Cette UE complémentaire se déroule sur 2 semaines et permet aux étudiants de découvrir les différents aspects (métiers & recherche) de l’Observatoire Océanologique de Villefranche-sur-Mer (OOV). Ateliers et journal clubs sont organisés afin que les étudiants mettent en pratique leurs connaissances théoriques en biologie et développent leur capacité de communication scientifique en français et en anglais.

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